تاثیر اکسین‌های IBA، NAA و 2, 4- D بر تولید و رشد کالوس در گونه سرخدار (Taxus baccata L.) در شرایط درون شیشه‌ای

نوع مقاله: مقاله پژوهشی

نویسندگان

1 عضو هیات علمی، دانشگاه گنبد کاووس

2 عضو هیات علمی دانشگاه علوم کشاورزی و منابع طبیعی ساری

3 عضو هیات علمی دانشگاه گنبد کاووس

4 عضو هیات علمی پژوهشکده گیاهان و مواد اولیه دارویی، دانشگاه شهید بهشتی تهران

چکیده

سابقه و هدف: سرخدار یکی از با ارزشترین گونه­های سوزنی­برگ جنگل­های شمال ایران است که گونه­ای سایه­پسند بوده و از آستارا تا علی­آباد کتول استان گلستان پراکنش دارد. این گونه ضمن داشتن ارزش فراوان از نظر ذخایر ژنتیکی، جنگلشناسی و اکولوژیکی، در صنعت دارویی نیز جایگاه ویژه­ای دارد. از آنجائیکه کالوس به عنوان ماده اولیه برای کشت­های سلولی و تولید متابولیت­های ثانویه و نیز تولید گیاهچه به روش غیرمستقیم ضروری می­باشد، لذا به منظور پیشنهاد ریزنمونه مناسب و غلظت معینی از تنظیم­کننده­های رشد جهت تولید کالوس، تأثیر اکسین­های ایندول بوتریک اسید (IBA)، نفالین استیک اسید (NAA) و 2و 4 دی­کلروفنوکسی استیک اسید (2, 4- D) بر میزان تولید و رشد کالوس سرخدار در شرایط درون شیشه­ای مورد بررسی قرار گرفت.
مواد و روش­ها: در این پژوهش از قسمت­های مختلف درخت نظیر برگ، ساقه­های جوان و جوانه­های رویشی ریز نمونه­هایی به طول 5/1 سانتی­متر تهیه شد. برای سترون­سازی ریزنمونه­ها از روش­های مختلفی استفاده شد. ریزنمونه­ها پس از سترون­سازی در محیط کشت موراشیگ و اسکوگ (MS) کشت شدند. جهت القاء کالوس از هورمون­های IBA، NAA و 2,4- D در چهار سطوح 0، 3/0، 3 و 6 میلی­گرم در لیتر استفاده شد. به منظور جلوگیری از تجزیه اکسین­ها و جذب بهتر آنها توسط بافت ریزنمونه، کلیه ریزنمونه­ها به مدت یک هفته در شرایط تاریکی نگه داشته شدند. برای هر یک از ریزنمونه­های ساقه، برگ و جوانه منحنی رشد کالوس ترسیم گردید. تجزیه و تحلیل داده­ها توسط آزمون تجزیه واریانس و آزمون دانکن انجام شد.
یافته­ها: نتایج پژوهش نشان داد که بهترین روش برای سترون­سازی ریزنمونه­ها استفاده از اتانول 70 درصد (1 دقیقه) و کلرید جیوه 2/0 درصد و کلرور کلسیم 2/0 درصد (1 دقیقه) می­باشد. بیشترین درصد قهوه­ای شدن به ریزنمونه­های جوانه در غلظت 6 میلی­گرم در لیتر NAA تعلق داشت. ریزنمونه­های برگ از نظر پدیده قهوه­ای شدن از وضعیت بهتری برخوردار بودند، بطوریکه در غلظت­های مختلف IBA و 2, 4- D هیچگونه آثار قهوه­ای شدن مشاهده نشد. بیشترین وزن تر و خشک کالوس به ریزنمونه­های ساقه و جوانه تعلق داشت که به ترتیب تحت تیمار هورمون­های 2, 4- D و NAA با غلظت 3 میلی­گرم در لیتر بودند. ضمن­اینکه کالوس­های تولید شده دارای بافت و رنگ متفاوتی بودند. بیشتر ریزنمونه­های جوانه در غلظت 3/0 میلی­گرم در لیتر NAA وضعیت طبیعی خود را حفظ کرده ولی عمده جوانه­ها در غلظت 6 میلی­گرم در لیتر IBA و 2, 4- D به کالوس تبدیل شدند. منحنی­های رشد کالوس در ریزنمونه­ های مختلف نشان دادند که شروع کالوس­دهی و رشد آن دارای سرعت نسبتاً پائینی است.
نتیجه ­گیری: درصورتیکه هدف، تولید کالوس از ریزنمونه­های ساقه و برگ سرخدار باشد،2, 4- D  با غلظت 3 میلی­گرم در لیتر، و برای تولید کالوس از جوانه انتهایی غلظت 3 میلی­گرم در لیتر NAA و چنانچه تولید گیاهچه از جوانه­های سرخدار مد نظر باشد غلظت 3/0 میلی­گرم NAA به عنوان پروتکل­هایی مناسب، پیشنهاد می­گردند.

کلیدواژه‌ها

موضوعات


عنوان مقاله [English]

The effect of IBA, NAA and 2, 4- D on callus production and growth in common yew (Taxus baccata L.) on in vitro conditions

نویسندگان [English]

  • Seyed Ali Razavi 1
  • Seyed mohammad Hosseini Nasr 2
  • Faramarz Rostami Chrati 3
  • Hassan Rezadoost 4
1 Faculty of science, Gonbad Kavous University
2 Associate prof., Dept. of Forestry, Sari University of Agricultural Science and Natural Resources. Sari, Iran.
3 Associate prof., Dept. of Chemistry, Faculty of science, Gonbad Kavous University. Gonbad, Iran
4 Assistant prof, Medicinal Plant and Drugs Research Institute, Shahid Beheshti University. Tehran, Iran.
چکیده [English]

Background and objectives: Common yew (Taxus baccata L.) is one of the most valuable coniferous species in the northern forests of Iran which is shade tolerant and its distribution is from Astara to Ali Abad Katoul (Golestan province). This species additional to having genetic reservation, silvicultural and ecological values, has the special advantage in drug industry. As callus is a primary substance for cell cultures and secondary metabolite's production and indirect organogenesis, therefore, in order to suggest a suitable explant and definite concentration of growth regulators for callus production, the effect of Indole-3- butyric acid (IBA), α-Naphtaleneacetic acid (NAA) and 2, 4- Dichlorophenoxyacetic acid (2, 4- D) on callus production and growth in common yew under in vitro conditions were considered.
Materials and methods: In this research, the explants were provided from different parts of the tree such as leaf, young stems and apical buds with 1.5 cm lengths. For sterilization of explants different methods were used. The explants were cultured in Murashige and Skoog medium after sterilization. For callus induction from IBA, NAA and 2, 4- D in 4 levels (0, 0.3, 3 and 6 mg L-1) were used. In order to prevention of auxins decomposition and their better absorption by explants texture, all of the explants were maintained in dark conditions for a week. For each explants of stem, leaf and bud callus growth curve were drawn. Data were analyzed with ANOVA and Duncan tests.
Results:  The results were shown that the best method for explants sterilization was ethanol 70% (for 1 min), HgCl2 0.2 % and CaCl2 0.2% (for 1 min). The maximum percentage of browning was observed in bud explants at concentration of 6 mg L-1 NAA. The leaf explants were better than other explants in the browning phenomenon, so that there was no evidence of browning in different concentration of IBA and 2, 4- D. The maximum wet and dry weight of callus was belonging to stem and bud explants under treatments of 2, 4- D and NAA at concentration of 3 mg L-1, respectively. In addition, the produced calluses had different texture and color. Most of bud explants at concentration of 0.3 mg L-1 NAA were normal conditions but at concentration of 6 mg L-1 IBA and 2, 4- D, they were converted to callus. The callus growth curves in different explants showed that initiation and callus production and its growth is having a relatively low rate.
Conclusion: 2, 4- D at concentration of 3 mg L-1 for callus production from yew stem and leaf explants, NAA at concentration of 3 mg L-1 for callus production from apical bud and NAA at concentration of 0.3 mg L-1 for plantlet production from yew bud are suggested as suitable protocols.

کلیدواژه‌ها [English]

  • Taxus baccata L
  • callus
  • growth regulators
  • in vitro culture
  • callus growth curve
1.Abbasian, Z., Zamani, S., Movahedi, S., Khaksare, G., and Sayed Tabatabaie, B.E. 2010. In
vitro micropropagation of yew (Taxus baccata L.) and production of plantlets.
Biotechnology. 9(1): 48- 54. (In Persian)
2.Arvin, M.J. 2002. In vitro culture of trees. Shahid Bahonar University of Kerman Publication.
279p. (In Persian)
3.Bagheri, A., Ziaratnia, M., and Hosseini, M., 2004. In vitro culture of trees. Ferdowsi
University of Mashhad press. 245p. (In Persian)
4.Bagheri, A., and Saffari, M. 2011. In vitro culture of higher plants. Ferdowsi University of
Mashhad press. 406p. (In Persian)
5.Berry, J.B. 1984. Rooting hormone formulations. A chance for advancement, Plant Propagator
Society. 34: 486-491.
6.Burkhin, V.B., Moleva, I.R., Filonova, L.H., Grakhov, V.P., Blume, Y.B., and Bozhkov, P.V.
1996. Proliferative activity of callus cultures of Taxus baccata L. in relation to anticancer
diterpenoid taxol biosynthesis. Biotechnology Letters. 18: 1309-1314.
7.Chee, P.P. 1995. Organogenesis in Taxus brevifolia Nutt. tissue cultures. Plant Cell Reports.
14: 560-565.
8.Ebady, A., and Omidvar, A. 2011. Relationship between some ecological factors and
distribution of yew tree (Taxus baccata L.) in Arasbaran forests (Case study: Ilganechay and
Horand regions). Iranian Journal of Forest and Poplar Research. 19(3): 327- 339. (In Persian)
9.Esmailzadeh, O., Hosseini, M., and Oladi, J. 2005. A phytosociological study of English yew
(Taxus baccata L.) in Afratakhteh reserve. Journal of Pajouhesh and Sazandegi. 68: 66-76.
(In Persian)
10.Esna Ashari, M., and Zokaee khosroshahi, M.R. 2013. Plant tissue culture a comprehensive
guide. Bu-Ali Sina University press. 475p. (In Persian)
11.Etokawa, H., and Lee, K.H. 2002. The genus Taxus. Taylor and Francis. London, New York.
386p.
12.Ghafoori, R., Bernard, F., Abolmaali, Sh., and Mousavi, A. 2012. Improve effect of
gluthanine on the induction and growth of Taxus baccata L. callus. Annals of Biological
Research. 3(4): 1726- 1730.
13.Gibson, D.M., Ketcham, R.E.B., Vance, N.C., and Christen, A.A. 1993. Initiation and
growth of cell lines of Taxus brevifolia Nutt. (Pacific yew). Pant Cell Reports. 12: 479- 482.
1- Somatic embryos
2- Dedifferentiation
14.Hirasuna, T.J., Pestchaner, L.J., Srinivasan, V., and Shuler, M.L. 1996. Taxol production in
suspension culture of Taxus baccata L. Plant cell, Tissue and Organ Culture. 44: 95- 102.
15.Hosseini Nasr, S.M. 2015. Plant cell tissue and organ culture. Aeeizh press. 378p. (In
Persian)
16.Hussain, A., Qarshi, I.A., Nazir, H., Ullah, I., Rashid, M., and Shinwari, Z. 2013. In vitro
callogenesis in Taxus wallichiana Zucc. The Himalayan yew. Pakistan Journal of Botany.
45(5): 1755- 1759. (In Persian)
17.Jalili, A., and Jamzad, Z. 1999. Red data book of Iran. Research Institute of Forests and
Rangelands. 748p.
18.Jaziri, M., Zhiri, A., Guo, Y., and Dupont, J. 1996. Taxus sp. Cell, tissue and organ culture as
alternative sources for taxoids production: a literature survey. Plant cell, Tissue and Organ
Culture. 46: 59-75.
19.Karimian, R., Lahouti, M., and Davarpanah, S.J. 2014. Effect of different concentration of 2,
4- D and Kinetin on callogenesis of Taxus brevifolia Nutt. Journal of Applied Biotechnology
Reports. 1(4): 167- 170.
20.Khosrowshahli, M., and Behnamian, M. 2008. Plant cell culture. Tabriz University press.
277p.
21.Lahouti, M., Zare Hasan Abadi, M., and Ahmadian, R. 2011. Biochemistry and physiology
of plant hormones. Ferdowsi University of Mashhad press. 359p. (In Persian)
22.Lesani, M.R. 1999. Yew (Taxus baccata L.). Forests and Rangelands Research Institute,
219p. (In Persian)
23.Mahdinejad, N., Fakhari, B.A., and Ghanbari, S. 2015. Effects of growth regulators on in
vitro callogenesis of Taxus baccata L. Biological Forum- An International Journal. 7(1):
142-145.
24.Nasiri Madiseh, Z., Mofid, M.R., Ebrahimi, M., Khayyam Nekoei, S.M., and Khosro Shahi,
M. 2009. Isolation of taxol producing endophytes fungi from Iranian yew (Taxus baccata
L.). Journal of Shahrekord University of Medical Sciences. 11(4): 101-107. (In Persian)
25.Sharifi, A., Moshtaghi, N., and Bagheri, A. 2010. Practical plant tissue culture. Jahad
Daneshghahi Mashhad press. 479p. (In Persian)
26.Snjezana, M., Bjedov, I., Kovac, M., Levanic, D.L., and Jejaska, S. 2002. Effect of explant
source and growth regulators on in vitro callus growth of Taxus baccata L. Food Technology
and Biotechnology. 40(4): 299-303.
27.Sonia, M., Rosa, M., Mirjalili, M.H., Moyano, E., Javier, P., and Bonfill, M. 2011.
Production of the anticancer drug taxol in Taxus baccata L. suspension culture: A review.
Process Biochemistry. 46: 23-34.